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君白菊具有疏散風熱、平肝明目、清咽潤喉、護肝正氣等藥用價值，還是唯一不需使用任何農藥的高品質飲用菊花茶，含有人體保健最需要的17種氨基酸和8種礦物質，無論在營養、口感還是在保健方面都超過了傳統茶菊，它的胎菊中維生素E含量高出一普通飲用菊花數倍，擁有很好的抗衰老功效。君白菊也是重要的林下經濟栽植品種君白菊在種植上具有抗寒、抗旱、抗病蟲害等特點，對環境條件要求不高，可以充分利用林下空地進行合理栽植，既構建形成了穩定的生態系統、增加了生物多樣性，又為農民創造了客觀的經濟收人，實現了資源共享、經濟共贏的復合經營模式。筆者首次對君白菊微體繁殖和葉片不定芽再生體系進行了研究，建立了以此為基礎的兩個擴繁體系，為君白菊在經濟、生態等方面的綜合價值開發和利用奠定了快速繁育的技術基礎。

1材料與方法

1.1實驗材料

供試材料為盆栽君自菊植株，每月用2%。的NaclO消毒液對其進行l次消毒。實驗于2009年12月至2010年3月進行取材，選取健壯無病蟲害的莖，剪取頂端以下3一4個幼嫩的帶腋芽的莖段作為實驗材料。

1.2微體快繁體系的建立

1.2.1最佳消毒滅菌體系的建立實驗采用酒精和NaC10作為滅菌劑。對帶芽莖段進行初步滅菌，用75%酒精浸潤材料305后，迅速用無菌水沖洗4次，然后再分別用2%、3%、5%、10%的NaCIO溶液消毒smin，消毒結束后用無菌水沖洗4次。最后，將滅菌后的帶芽莖段接種在MS培養基上，每種處理接種外植體10個，實驗重復3次。IOd后觀察統計，根據外植體的污染率、死亡率、成活率等指標篩選出最佳的外植體消毒滅菌體系。成活率=外植體數一污染率一死亡率

1.2.2不同植物生長調節劑對增殖的影響實驗采用MS作為基本培養基，以細胞分裂素6一節基嘿吟(6一BA)和細胞生長素蔡乙酸(NAA)作為植物生長調節劑，共設6種處理(見表l)。將消毒后的帶芽莖段置于增殖培養基中，對其進行不定芽誘導，每種處理接種10個外植體，3次重復。培養30d后，統計其增殖系數(接種后死亡莖段不計人其中)。

1.2.3不同基本培養基對生根的影響將增殖培養基中誘導出的不定芽進行切割分離，一部分繼續留作增殖培養，一部分則切割成約1.5一2.ocm的帶芽莖段接種于1/2MS和Ms兩種基本生根培養基中，每種培養基都各加NAAlm夢L，每處理接種10個左右的外植體，重復3次。25d后統計生根率。

1.2.4不同生長素種類和濃度對生根的影響外植體的切取方法同

1.2.3，以1/2MS為基本培養基，每種培養基各加不同濃度的蔡乙酸(NAA)和叫噪丁酸(IBA)，共計6種處理組合(見表2)。每處理接種10個外植體，重復3次。20d后統計生根率(死亡、污染外植體不計人其中)。

1.3葉片不定芽再生體系的建立

1.3.1不同植物生長調節劑對誘導愈傷組織的影響

將微體繁殖中帶芽莖段繁殖成功的無菌苗葉片切成0.somx0.scm左右的小塊，作為葉片不定芽再生誘導的外植體，以MS作為基本培養基，將其置于添加了不同生長調節劑的培養基中。各種處理組合見表1。每處理6瓶，每瓶4個外植體。20d后統計其愈傷組織誘導率。愈傷組織誘導率=形成愈傷組織的葉片數/接種的葉片數x100%

1.3.2不同植物生長調節劑對不定芽分化的影響將養基中進行誘導，其中分化培養基以表1中1一4號6一BA和NAA處理組合為依據，每處理6瓶，每瓶4個外植體，20d后統計其分化率和分化系數(褐化，死亡的愈傷組織不計人其內)。分化率二分化的愈傷組織數/接種的愈傷組織數x100%分化系數=分化的不定芽數/分化的愈傷組織數xroo%培養基均添加7留L瓊脂，25歲L蔗糖，PH為5.8一6.0，高壓滅菌121℃20min，組培室的培養條件為室溫(25土2)℃，空氣相對濕度60%左右，每個培養架的光照由2根40W的直管型熒光燈管提供，強度為2000~3O00h左右，采用每日光培養16h和暗培養sh的光周期(6:ooam一10:oopm)。LS數據處理數據統計分析采用MierosoftExee一和sPss軟件處理，多重比較采用LSD檢驗法。

2結果與分析

2.1離體快繁體系的建立

2.1.1帶芽莖段最佳滅菌體系的建立用75%酒精對外植體進行滅菌不僅是對材料的初步消毒，而且酒精還可以浸潤外植體的表面，這樣就能夠使NaCIO消毒劑更容易均勻地滲透到外植體表面上，殺死細菌和真菌。其中，合適的NaCIO的濃度是最佳滅菌體系建立的關鍵。在經過不同濃度的NaClo消毒smin后，分別進行lod的啟動培養，即可統計污染率、死亡率和成活率。如圖1所示，2%NaCIO消毒液處理后的外植體污染率較高，可達到40%以上，而其他3種濃度的消毒液污染率都維持在較低水平，不高于5%。另外，10%NaCIO的消毒液處理后外植體的死亡率較高，為60%左右，其次為2%的NaCIO消毒液。綜合來看，不同濃度的NaC10消毒液外植體的成活率為3%>5%>lO%>2%。其中，3%和5%的成活率都較高，都大于90%且相差不大，是君白菊帶芽莖段外植體較好的NaCIO消毒滅菌濃度。

2.1.2不同生長調節劑對帶芽莖段增殖的影響將帶芽莖段接種于增殖培養基后1一2d，腋芽迅速膨大萌發成幼嫩小葉片，95%以上的外植體都可以完成啟動生長，3od左右完成增殖培養的過程。1個月以后，外植體隨著培養時間的進一步增加和培養基營養的流失，長勢開始出現衰退，葉片有枯黃、枯萎的現象。因此，應在1個月左右及時進行下一代的轉接和增殖。在增殖生長過程中，細胞分裂素是細胞增殖中一種重要的調節激素，它與植物生長素共同配合影響增殖的進程和增殖系數。如表3所示，在6一BA和NAA不同激素處理組合中，帶芽莖段的增殖系數達到3.5一5.5，其中最大的增殖系數為5.5，出現在處理3中，說明MS+3.Om夢L6一BA+0.sm留LNAA是君白菊帶芽莖段最佳的增殖培養基。此外，通過對不同種植物生長調節劑的顯著性比較可知，6一BA濃度為1.0、2.0、3.om夢L和4.0、5.0、6.Om夢L時，它們組內間的差異不顯著，但兩者之間差異顯著，結合增殖系數可知，6一BA為1.0一3.0m妙濃度時對帶芽莖段的增殖效果較好。同理可知，NAA濃度為0.5、一。、1.sm留L之間和0.1、0.2、o.sm留L之間時，它們組內間差異不顯著，兩者之間差異顯著，0.1一0.5m夢L對帶芽莖段增殖系數影響較大，最佳的NAA濃度水平為0.sm留L。2.2葉片不定芽再生體系的建立

2.2.1不同植物生長調節劑對誘導愈傷組織的影響葉片接種于表6的各種誘導培養基后15d，在葉片與培養基接觸的地方開始有少量的愈傷組織生長，靠近葉柄的地方愈傷生長量較大。前期愈傷組織生長迅速，呈現黃綠色或淡綠色的顆粒狀突起，愈傷組織很緊實，生長較好。經過1個月左右，愈傷組織生長緩慢，逐漸有部分愈傷呈現褐化的趨勢，并趨于死亡。6一BA和NAA的各種組合均能較好的誘導出葉片的愈傷組織，其中處理2、4、5、6的愈傷誘導率可達到90%以上，不同種生長調節劑組合誘導的愈傷量有所不同，隨著處理卜6細胞分裂素的增加，愈傷量逐漸增加。因此，通過對表6分析可知，誘導葉片愈傷組織的最佳培養基為處理4、5和6。

2.2.2不同生長調節劑對不定芽分化的影響將誘導的淺綠色、緊實、生長較好的愈傷組織接種于分化培養基10d后，部分愈傷組織開始進行不定芽分化。由表7可知，君白菊整體誘導分化率較低，大部分的愈傷組織都不能繼續分化，最高分化誘導率的處理為3，即MS+3.06一BA+0.SNAA，誘導率為28.6%。此外，在實驗中，愈傷組織分化率也較低，每塊愈傷組織僅能誘導分化出1一2個不定芽，最高的分化系數為處理2，即MS+2.06一BA+0.2NAA，分化系數為2.3。3結論與討論在植物離體培養中，誘導形態發生主要受培養基種類、植物生長調節劑以及植物基因型等因素影響l’一s]o王麗華、王永清等人在對菊花的組織培養進行研究時發現13一71，MS培養基是適宜菊類植物組織培養的基本培養基，因此本實驗以MS作為君白菊的基本培養基，通過添加不同種類和濃度的植物生長調節劑來誘導植物形態發生，建立了君白菊的微體繁殖再生體系。實驗選擇幼嫩的帶芽莖段作為外植體，建立了最佳滅菌體系:75%酒精305、無菌水沖洗4次、3%一5%NaCIO溶液浸潤振蕩smin，無菌水沖洗4次。通過對不同種植物生長調節劑濃度和配比比例的調節，篩選出了君白菊帶芽莖段的最佳增殖培養基為MS+3.om彭L6一BA+0.5m留LNAA，最佳的生根培養基為1/2MS+1.0m叭IBA。

實驗中通過IBA誘導出的根粗壯，生根率也較高，但有部分根是從愈傷組織中誘導出來，這樣的根與試管苗聯結性較差，不利于移栽成活，因此在后續的實驗中應注重這一方面的研究。筆者在對君白菊葉片誘導分化再生體系進行初步的探索中，誘導出了生長良好的愈傷組織，誘導率可達90%以上，但將其繼續誘導分化不定芽時，分化率和分化系數都較低，這一方面可能由于實驗中處理組合不夠全面和充分，未能找到合適的君自菊葉片誘導分化最佳植物生長調節劑組合，另一方面也可能由于植物自身的基因型所限陣”分化困難，其原因還有待進一步的實驗和探討。